Le protocole que j'ai utilisé dans mon cours de laboratoire de génétique était la lyse alcaline suivie d'une précipitation à l'éthanol similaire à celle-ci. Rien de terriblement toxique ou nécessitant une hotte (du moins pour les petits volumes utilisés).

La méthode la plus pratique et la plus fiable consiste à utiliser un kit miniprep (généralement des colonnes de rotation) de l'un des nombreux fournisseurs ( Qiagen, Promega, Bio-Rad, etc.) qui sont assez abordables à 1-2 $ par préparation.

Je pense que les kits de colonnes rotatives sont la solution. Comme mentionné précédemment, les avantages des kits sont qu'ils sont faciles, sûrs et (surtout) comment presque tous les laboratoires effectuent la purification des plasmides de nos jours.

La plus grande critique des kits commerciaux est que vous pouvez vous débrouiller facilement sans rien savoir de ce qui se passe réellement dans le tube. Cependant, comme indiqué dans les commentaires sur la réponse de Nick T, il n'y a pas de technologie propriétaire secrète dans les kits - ils utilisent la méthode de la lyse alcaline . Cela signifie que vous pouvez toujours enseigner le mécanisme dans la classe tout en profitant des colonnes rotatives.

Une option, à des fins d'enseignement, est de créer toutes vos propres solutions et d'utiliser simplement les colonnes rotatives sur le surnageant après granulation de la membrane / protéine précipitée. De cette façon, vous obtenez l'avantage d'insister sur les vrais noms pour les solutions (NaOH est un nom plus éducatif que P2) et vous pouvez utiliser les colonnes de rotation à la place de la précipitation à l'éthanol. Je pense qu'il existe des sources bon marché qui ne vendent que les colonnes de spin, même si je ne les ai jamais utilisées. Vous voulez éviter la précipitation à l'éthanol car cela ajoute un minimum de 30 minutes au protocole (pour mes protocoles, c'était plutôt une heure et demie ou plus). Et attendre que l'éthanol s'évapore pour pouvoir remettre en suspension, c'est comme regarder la peinture sécher à moins d'avoir un aspirateur rapide.

Le rendement ne devrait pas être un gros problème dans une situation de classe, mais vous pouvez augmenter le rendement avec la colonne en prolongeant l'étape d'élution finale. Je pense que l'instruction donnée est de laisser le tampon TE (Tris) "éluer" pendant 1 minute avant le spin final, mais j'ai régulièrement laissé le TE reposer pendant environ 15-30 minutes avant de tourner vers le bas. La différence de rendement a anéanti l'exposition de l'appareil photo à gel.

Il existe certains cas où les extractions au phénol: chloroforme sont toujours souhaitables, mais ce n'est certainement pas l'un d'entre eux. J'avais l'habitude de faire des P: C régulièrement lorsque je travaillais avec de l'ARN et de l'ADN génomique de levure. Je n'ai jamais vu personne faire autre chose qu'un miniprep lors de la préparation de plasmides. De plus, les tracas liés au travail sous une hotte et le risque de brûlures au phénol ont encouragé beaucoup de personnes du laboratoire à préférer les kits d'essorage même lorsqu'ils travaillent avec de l'ADN génomique.

D'après mon expérience, la méthode P: C: I vous permettra d'obtenir des rendements plus élevés et est un peu plus simple (en étapes et en étapes), mais comme l'a dit @Mad Scientist, l'utilisation de phénol pourrait être un problème. Cela dépend de l'âge de vos élèves.

À l'aide de colonnes rotatives, mon professeur et moi avons extrait ~ 30 plasmides d'environ 30 échantillons en quelques heures. C'est facile, bon marché et cela donne un plasmide de bonne qualité. Mon échantillon a été quantifié par les spécifications UV et il était à environ 200 ng / ul.

Pour réduire les coûts, vous pouvez acheter des colonnes tournantes uniquement auprès de fournisseurs tels que Syd Labs ( http://www.sydlabs.com/spin-column-for-plasmid-miniprep-p110.htm ) et créez des tampons faits maison. Les fournisseurs fournissent normalement la recette tampon.